Fiche Résumé 09-AEP-09

Si les virus entériques pathogènes pour l'homme ne se multiplient pas dans l'environnement hydrique, ils sont par contre capables d'adhérer sur les parois des réseaux de distribution d'eau potable, de s'accumuler au niveau des biofilms formés sur les parois et d'être relargués de façon discontinue dans l'eau circulante. Les biofilms représentent donc un réservoir de micro-organismes qui peuvent constamment contaminer l'eau distribuée.

En conséquence, contrôler la qualité microbiologique de l'eau impose de contrôler l'accumulation de dépôts et de biofilms sur les parois des réseaux de distribution et des réservoirs d'eau potable et de nettoyer les surfaces contaminées. Mais le nettoyage efficace des surfaces des canalisations est limité à la fois par leur difficulté d'accès et par l'absence de caractérisation physico-chimique et mécanique des biofilms adhérant aux surfaces. Il est par conséquent quasi-impossible d'optimiser objectivement les protocoles de nettoyage pour éliminer les biomasses fixées et les pathogènes associés.

L'objectif du programme vise à définir un protocole pour nettoyer les surfaces des canalisations salies par les micro-organismes (bactéries formant un biofilm, virus piégés dans le biofilm ou adhérant sur des surfaces non colonisées). Les différentes parties étudiées portent sur la mise au point de modèles d'accumulation des virus en réseau de distribution et sur les biofilms (combien et comment) ; la détermination des caractéristiques de surface qui favorisent l'accumulation de ces virus (nature du support, présence de matières organiques et de biofilms bactériens) ; l'évaluation des forces hydrodynamiques, mécaniques et chimiques nécessaires pour détacher les biofilms bactériens ; la combinaison d'actions (hydrodynamiques et chimiques) permettant de fragiliser l'adhérence des biofilms bactériens et d'améliorer le nettoyage des surfaces ; la persistance des virus (survie, intégrité, maintien de l'infectiosité) fixés sur les parois ou les biofilms qui ont subit un nettoyage.

Les essais sont réalisés sur des biofilms multi-espèces qui ont été formés sur des matériaux (PEHD et inox) en contact avec l'eau du réseau dopée à l'aide de modèles viraux (phages MS2, GA et QB). Le réacteur utilisé est le disque tournant car il permet de simuler, en fonction de la distance par rapport à l’axe, différentes conditions hydrodynamiques et contraintes de cisaillement à la surface des matériaux.

Les premiers essais, objets de ce rapport intermédiaire, portent sur la caractérisation des biofilms d’eau potable par AFM (microscopie à force atomique) ainsi que sur la quantification du dépôt de virus sur la surface des matériaux avec ou sans biofilm.

Les résultats concernant la caractérisation des biofilms d’eau potable par AFM ont montré une modification de la surface du matériau dès la première semaine après le démarrage du réacteur, semaine pendant laquelle il y a préférentiellement des dépôts inorganiques suivis de dépôts biologiques (biopolymères). Le développement du biofilm, caractérisé par des dépôts de microorganismes (présence de bactéries et de champignons filamenteux), est observé lors la deuxième semaine. Puis la colonisation de la surface augmente progressivement. Les résultats ont aussi montré que la croissance du biofilm suit le modèle de transfert convectif (loi linéaire) et que la caractéristique mécanique du biofilm est constituée d’au moins deux composantes : une composante molle constituée principalement de bactéries (élasticité comprise entre 0,1 et 2 MPa) et une composante dure constituée probablement de champignons et levure d’après les valeurs données par la littérature (élasticité comprise entre 4 et 6 MPa). Sur certains échantillons est observée la présence d’une possible troisième composante intermédiaire, caractérisée certainement par un mélange de polymères et de champignons mais ce résultat reste à confirmer par des essais supplémentaires.

Les résultats obtenus avec les phages QB et GA dans le cadre de la quantification du dépôt de virus sur la surface des matériaux montrent que, dans les conditions d’expérimentation testées, l’adhésion virale sur un support inox 316L non colonisé est aussi contrôlé par une diffusion convective (loi linéaire : la quantité de virus adhérés augmente linéairement avec le temps). Quant au phage MS2, il présente probablement des particularités qui influent sur son adhésion au support car les résultats montrent une adhésion bien plus faible que celle des phages QB et GA pour des conditions d’expérimentations identiques. Les essais se poursuivent donc pour obtenir plus de données sur l’adhésion de MS2 ainsi que sur l’adhésion virale sur supports colonisés.